Îmbunătățiri privind îmbogățirile de hrană live pentru cultura larvară Pikeperch (Sander lucioperca)

ro.waykun.com - Pași pentru a slăbi mâine

Carlos Yanes-Roca

1 Centrul de cercetare pentru acvacultură și biodiversitatea hidrocenozelor din Boemia de Sud, Facultatea de Pescuit și Protecția Apelor, Universitatea din Boemia de Sud din Ceske Budejovice, Zátiší 728, 389 25 Vodňany, Republica Cehă; zc.ucj.vorf@zarmj (J.M.); zc.ucj.vorf@lylesev (L.V.); zc.ucj.vorf@iyksvonilamo (O.M.); zc.ucj.vorf@racilop (T.P.)

Astrid Holzer

2 Institutul de parazitologie, Centrul de biologie al Academiei Cehe de Științe, Branišovská 31, 370 05 České Budéjovice, Republica Cehă; [email protected]

Jan Mraz

Lukas Veselý

Oleksandr Malinovskyi

Thomas Policar

Abstract

Rezumat simplu

Pikeperch (Sander lucioperca) este considerat o specie de mare interes pentru dezvoltarea de noi specii în Uniunea Europeană. În prezent, ratele de supraviețuire în timpul etapelor larvare sunt sub 20%. Protocoalele inadecvate de creștere a larvelor, cum ar fi o nutriție deficitară, sunt responsabile de o supraviețuire atât de scăzută, care oprește dezvoltarea comercială a șarpei. Pentru a îmbunătăți și a personaliza nevoile nutriționale în timpul etapelor larvare, utilizarea Chlorella vulgaris a fost introdusă în protocolul de hrănire a îmbogățirii. Introducerea unor astfel de alge în dieta lor prin rotifere a îmbunătățit supraviețuirea și starea generală de fitness, oferind acizi grași adecvați nutriției lor.

Abstract

1. Introducere

Pikeperch (Sander lucioperca) a fost ales de mai multe programe internaționale care caută diversificarea acvaculturii în Europa [1]. Această specie de apă dulce și sălbatică, frecvent întâlnită în Europa Centrală, de Est și de Nord, [2], este foarte solicitată de industria gastronomică și de comunitatea de pescuit recreativ [3]. Cea mai mare parte a producției de șanțuri provine în prezent din pescuitul sălbatic, dar producția în sisteme de reciclare a acvaculturii (RAS) este în creștere (FAO, 2013), datorită valorii sale ridicate de piață și a ratei rapide de creștere în RAS [4,5,6,7].

În ciuda unei bune cunoștințe a cerințelor nutriționale ale puietului juvenil [8,9,10], cultura larvelor rămâne un blocaj. Cercetările actuale se concentrează pe îmbunătățirea în continuare a eficacității scăzute și a costurilor ridicate de creștere a șarpei larvare în RAS. Producția în masă de șarpe depinde de dezvoltarea tehnicilor de cultură în RAS, astfel încât să poată fi produse cantități suficiente de tineri [11,12].

Introducerea rotiferelor (Brachionus plicatilis), în cultura larvelor de șarpe, a avut succes, îmbunătățind ratele de supraviețuire și de stare fizică generală similare cu cele din speciile marine cu valoare economică, cum ar fi mugul cenușiu (Mugil cephalus) [13], limbă (Solea solea) [14,15], auriu (Sparus aurata) [16,17] și bibanul (Dicentrarchus labrax) [18].

Una dintre principalele caracteristici ale rotiferelor este capacitatea lor de a absorbi și păstra compoziția nutrițională a oricărei diete la care sunt expuși. Acestea sunt, prin urmare, considerate ca fiind capsule alimentare vii pentru transferul nutrienților către larvele de pește. Acești nutrienți includ acizi grași foarte nesaturați (în principal 20: 5n-3 și 22: 6n-3) esențiali pentru supraviețuirea larvelor de pești marini [19], precum și a șarpei [20]. Microalgele sunt una dintre cele mai frecvente furaje date rotiferelor [11] pentru a-și îmbunătăți compoziția nutrițională pentru pești.

În ultima jumătate de secol, câteva sute de specii de microalge au fost testate ca hrană pentru hrana vie, dar doar aproximativ douăzeci de specii au câștigat o utilizare larg răspândită în acvacultură, cele mai populare fiind Isochrysis spp., Pavlova lutheri, Tetraselmis suecica, Nannochloropsis spp . și Chaetoceros spp. [21]. Candidații potriviți pentru utilizarea în acvacultură trebuie să aibă rate de creștere rapide, să fie ușor de cultivat în instalații la scară largă și să aibă o compoziție nutrițională bună [21]. Evaluarea valorii nutriționale a microalgelor se concentrează pe anumiți constituenți biochimici, predominant acizi grași, în special acizi grași polinesaturați (PUFA), vitamine și aminoacizi [22]. Profilul PUFA al microalgelor variază semnificativ între grupurile taxonomice și poate fi, de asemenea, controlat, cel puțin parțial, prin manipularea condițiilor de creștere a microalgelor [23].

De la sfârșitul anilor 1980, un Chlorella sp. a fost utilizat pe scară largă pentru producerea rotiferului Brachionus spp. [24] în Japonia, în principal ca „apă verde”, datorită caracteristicilor sale anti-bacteriene și valorii nutritive.

Chlorella vulgaris este o algă verde unicelulară cu creștere rapidă și a fost utilizată pe scară largă ca supliment alimentar uman [25] și sa dovedit a fi bogată în acizi grași polinesaturați cu lanț lung n-3 (LC-PUFA). Aceste alge verzi au fost încorporate în dietele de pește și au fost hrănite către Ayu (Plecoglossus altivelis) și peștele coreean (Sebastes schlegeli) [26,27]. S-a observat în studii anterioare că includerea a 2,5-10% din alge în dietele de pește a îmbunătățit performanța de creștere, eficiența utilizării furajelor și activitatea fiziologică [28]. Cu toate acestea, Chlorella nu a fost testată anterior ca ingredient pentru furaje pentru șarpe.

Scopul acestui studiu a fost de a îmbunătăți nutriția șoldului oferind larvelor o dietă ajustată la metabolismul acizilor grași al șoldului, în primele 21 de zile după eclozare.

2. Materiale și metode

Au fost testate trei tratamente. Primul a fost tratamentul de control (A), unde larvelor li s-au oferit rotifere (Brachionus plicatilis) hrănite cu Nannochloropsis occulata în primele unsprezece zile (15 dph) și artemia neîmbogățită până la sfârșitul procesului. Tratamentul B a urmat același protocol de hrănire ca și tratamentul A, dar rotiferele (Brachionus plicatilis) furnizate larvelor au fost hrănite cu Chlorella vulgaris. Artemia salină furnizată larvelor din tratamentul B nu a fost îmbogățită, pentru a evalua efectele potențiale pe termen lung ale suplimentării cu Chlorella vulgaris asupra compoziției și supraviețuirii acizilor grași din larve. Al treilea tratament (C) a folosit rotifere (hrănite cu nanoclopropsis) și artemie, ambele îmbogățite cu emulsie espresso de Selco (INVE, Salt Lake City, UT, SUA).

Rotiferele au fost alimentate larvelor de trei ori pe zi (08:00, 11:30 și 15:30 h) începând cu 4 dph, până la 15 dph, cu o concentrație inițială de 10 indivizi pe ml. Densitatea rotiferelor a fost crescută la 14 per ml din ziua 8 după eclozare până în ziua 12 după eclozare. Din ziua 13 după eclozare, densitatea rotiferelor a fost redusă progresiv, oferind 10 rotifere pe ml în ziua 13 și 8 rot/ml în ziua 14 după eclozare. Nu s-au mai adăugat rotifere la sistem după ziua 15 după eclozare. Hrănirea cu artemie a fost aplicată în fiecare grup experimental din ziua 12 după eclozare la o densitate de 2 artemie pe ml. Înainte de fiecare hrănire, numărul de reziduuri au fost măsurate și densitățile de hrănire au fost crescute constant pe baza numărărilor. În ziua 13 și 14 după eclozare, densitatea a fost crescută la 3 și respectiv 4 pe ml. În zilele 15 și 16 după eclozare, densitatea artemiei a fost de 7 pe ml, iar din ziua 17 până la sfârșitul studiului densitatea de artemie a fost de 8 pe ml. La 21 dph, densitatea rotiferului a fost de 0 rotifere mL -1 și 8 artemie mL -1. Cultura feedului live pentru proces a fost făcută la fața locului. Rotifere (dimensiunea medie de 280 um) au fost produse în urma unui protocol de cultură în serie.

Rotiferele utilizate pentru tratamentul A au fost hrănite cu N. occulata (Nanno 3600, Reed Mariculture, Campbell, CA, SUA) la o rată de 1 ml de pastă pe litru de cultură de două ori pe zi. Rotiferele utilizate la tratamentul B au fost hrănite cu Chlorella vulgaris vie, furnizate de Algatech (Trebon, Republica Cehă). Rotiferele pentru tratamentul C au fost hrănite cu N. occulata (Nanno 3600, Reed Mariculture, Campbell, CA, SUA) și s-au îmbogățit cu 12 ore înainte de hrănire cu Selco Spresso (INVE). Artemia nauplii (chisturi Micro Artemia, Ocean Nutrition TM, Belgia) au fost eclozate (12 ore) la fața locului și hrănite imediat fără nici o îmbogățire a tratamentelor A și B. Pe de altă parte, artemia pentru tratamentul C, a fost îmbogățită cu Selco Spresso ( INVE) cu 12-14 ore înainte de hrănire. Dimensiunea medie a Artemia nauplii a fost de 430 µm.

Debitele RAS au început la 100 mLmin -1 și au crescut cu timpul; până la sfârșitul procesului, debitul a fost de 300 ml.min -1. Înainte de fiecare hrănire, fluxul a fost oprit și repornit la 2 ore după aceea, pentru a îmbunătăți eficiența hrănirii larvelor.

O probă colectată de o sută de larve de 3 dph a fost colectată pentru a înregistra lungimea totală (TL), înălțimea miomerei (MH) și diametrul ochiului (ED). La șapte și unsprezece zile după inițierea tratamentului (12 și 16 dph), un eșantion colectat de patruzeci de larve pe tratament (10 pe rezervor) au fost colectate folosind o plasă cu diametrul de 300 microni. TL, MH, ED și plenitudinea stomacului (SF) au fost înregistrate folosind un microscop BX41 Olympus (Tokyo, Japonia) echipat cu o cameră digitală Canon-72 (Tokyo, Japonia) și o celulă Olympus (Tokyo, Japonia), versiunea software a imaginii Sens 1.3).

Înainte de apariția canibalismului și a fotosensibilității ușoare, procesul a fost încheiat la douăzeci și unu dph. Toate larvele au fost luate în considerare și probele au fost colectate. Un eșantion colectat de șaizeci de larve pe tratament au fost colectate pentru analiza FA în ziua 12, ziua 21, înghețat și stocat la -80 ° C. Dietele (organismele de pradă) au fost de asemenea analizate (3 mg) pentru compoziția FA. Treizeci de larve pe tratament au fost fixate în ARN ulterior @ pentru a determina raporturile ARN - ADN. După pătrunderea larvelor cu conservantul ARN timp de 3 ore la temperatura camerei, acestea au fost transferate la congelator la -80 ° C pentru depozitare. Alte 100 de larve pe tratament au fost colectate pentru analiza morfometrică finală (TL, MH, ED, SF).

2.1. Analiza acidului gras

Toate probele înghețate au fost analizate la USB, FFPW, Laboratorul de nutriție. Extracția lipidelor a fost efectuată urmând protocolul lui Hara și Radin (1978) cu ușoare modificări. Pe scurt, aproximativ 0,05 g de probe de larve au fost adăugate la 1 ml de apă deionizată și amestecul a fost omogenizat în 10 ml de hexan - izopropanol (3: 2) și 6 ml de Na2SO4 (6,67%) au fost adăugați la omogenatele obținute și amestecat. După centrifugare, faza lipidică superioară a fost transferată în tuburi pre-ponderate și apoi evaporată sub azot. Determinarea finală a conținutului de lipide a fost efectuată gravimetric.

Metilarea a 1 mg de lipide a fost indusă cu soluție de complex trifluorură de bor - metanol și NaOH așa cum este descris de Appelqvist, (1968). Esterii metilici ai acizilor grași (FAME) rezultați au fost verificați pe o placă de cromatografie cu strat subțire (TLC) și analizați utilizând un cromatograf de gaze (Trace Ultra FID; Thermo Scientific, Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA, SUA) echipat cu o coloană BPX 70 SGE, Raleigh, NC, SUA). Ulterior, a fost utilizată o comparație a timpilor de retenție FAME pentru eșantion și standardele GLC-68D pentru identificarea acizilor grași individuali.

Metodele utilizate pentru extracția lipidelor și metilarea rotiferelor și a artemiei au urmat același protocol ca și analiza larvelor [35,36].

2.2. Metoda de analiză a raportului ARN/ADN

Pentru analiza raportului ARN/ADN, larvele înghețate au fost complet dezghețate și culese din eppendorfs cu ajutorul penselor sterile. ADN și ARN au fost extrase individual de la șase la opt larve individuale (pe dietă), folosind Mini Prep RNA/ADN Mini Kit (Qiagen, tehnologia Thermo Fisher, Waltham, MA, SUA). Concentrațiile, calitatea și puritatea (rapoarte 260/280 și 260/230) de ADN și ARN au fost determinate prin nanodrop.

2.3. Salinity Stress Challenge

La douăzeci și una de zile după eclozare, 100 de larve pe tratament (25 pe rezervor) au fost colectate și transferate într-un rezervor de 2 L (n = 3), unde au fost expuse la o salinitate de 18 ppt timp de trei ore. Mortalitatea larvară a fost înregistrată în fiecare rezervor la fiecare zece minute în prima oră, apoi înregistrată la 120, 130, 140, 150 și 180 de minute. din ciorapul inițial. Condițiile de calitate a apei au fost menținute la fel ca rezervoarele originale de încercare, cu excepția salinității (18 ppt).

Larvele din timpul acestui studiu au fost manipulate în conformitate cu liniile directoare naționale și internaționale pentru protecția bunăstării animalelor (Legea privind bunăstarea animalelor armonizată de UE din Republica Cehă). Unitatea experimentală este licențiată (nr. 2293/2015-MZE-17214 și nr. 55187/2016-MZE-17214 în proiectul NAME QK1820354) în conformitate cu Directiva națională cehă (Legea împotriva cruzimii animalelor, nr. 246/1992).

2.4. Analize statistice

Diferențele în măsurătorile corporale, consumul de alimente și compoziția FA între cele trei îmbogățiri diferite din larve au fost prelevate la 12, 16 și 21 dph și evaluate cu modele mixte liniare (LMM, pachetul lme4, versiunea 1.1-7; [37]). Efectul îmbogățirii a fost testat pe lungimea totală a peștilor, MH și ED (variabile de răspuns), iar rezervorul a fost inclus ca efect aleatoriu. Înainte de LMM, diferitele variabile de răspuns au fost transformate cu transformarea Box-Cox, care oferă cea mai bună estimare a puterii pentru fiecare variabilă (pachetul de autovehicule, versiunea 2.1.2; [38]). Ulterior, s-au obținut mai multe comparații pe perechi între îmbogățiri folosind comparațiile Tukey cu toate perechile, aplicând corecția Bonferroni pentru a ajusta valorile p (pachet multcomp, versiunea 1.3-3; [39]). Aceleași analize au fost efectuate pentru a testa diferențele în compoziția acidului gras între îmbogățiri și între artemie și rotifere utilizate ca pradă (acid linoleic (LA), acid alfa linoleic (ALA), acid arahidonic (ARA), acid eicosapentanoic (EPA) și Acidul docosahexaenoic (DHA) ca variabile de răspuns diferite).

Diferențele în ceea ce privește plenitudinea stomacului au fost evaluate folosind metoda descrisă de Tielmann [40] (1 la 4, 1 fiind intestin gol și 4 fiind intestin plin). Datele au fost evaluate cu modele mixte liniare generalizate (GLMM, pachetul lme4), echipate cu o structură de eroare binomială, iar plinătatea stomacului a fost utilizată ca variabilă de răspuns. Rezervorul a fost un factor aleatoriu. Aceste analize au fost urmate de mai multe comparații în perechi cu comparațiile Tukey în toate perechile.

Supraviețuirea peștilor șarpe a fost comparată între grupurile de îmbogățire, utilizând un model mixt liniar generalizat (GLMM). S-a observat rata de supraviețuire (adică proporția de pești vii la 21 dph ca variabilă de răspuns), prevăzută cu o structură de eroare binomială și cu îmbogățirea ca efect fix. Rezervorul a fost un efect aleatoriu. După GLMM, s-au obținut comparații în perechi cu testul de comparație în perechi al lui Tukey. Corecția Bonferroni a fost aplicată pentru a ajusta valorile p ale comparațiilor multiple.

Rapoartele ARN/ADN, transformate cu transformarea Box-Cox, au fost comparate între îmbogățiri printr-un model mixt liniar (LMM), cu un raport ca variabilă de răspuns și îmbogățiri ca efect aleatoriu, urmat de testul de comparare a tuturor perechilor lui Tukey pentru a obține comparații perechi între îmbogățiri. Corecția Bonferroni a fost aplicată pentru a ajusta valorile p ale comparațiilor multiple.

Pentru a testa răspunsul la toleranța la stres de salinitate printre tratamente, a fost efectuată o analiză de supraviețuire non-parametrică (metoda Kaplan - Meier) pentru toate grupurile, folosind pachetul de supraviețuire [41].

Toate analizele au fost efectuate în R (R Core Team, Viena, Austria [42]), iar semnificația statistică a fost stabilită la α = 0,05.

Popular

Citesc acum