Tae-Kyung Kim

1 Grup de cercetare pentru prelucrarea alimentelor, Institutul Coreean de Cercetare a Alimentelor, Wanju 55365, Coreea

solubile

Hae In Yong

1 Grup de cercetare pentru prelucrarea alimentelor, Institutul Coreean de Cercetare a Alimentelor, Wanju 55365, Coreea

Chang Hee Jeong

2 Departamentul de Știința Alimentelor și Biotehnologia Resurselor Animale, Universitatea Konkuk, Seul 05029, Coreea

Cântat Gu Han

2 Departamentul de Știința Alimentelor și Biotehnologia Resurselor Animale, Universitatea Konkuk, Seul 05029, Coreea

Young-Boong Kim

1 Grup de cercetare pentru prelucrarea alimentelor, Institutul Coreean de Cercetare a Alimentelor, Wanju 55365, Coreea

Hyun-Dong Paik

2 Departamentul de Știința Alimentelor și Biotehnologia Resurselor Animale, Universitatea Konkuk, Seul 05029, Coreea

Yun-Sang Choi

1 Grup de cercetare pentru prelucrarea alimentelor, Institutul Coreean de Cercetare a Alimentelor, Wanju 55365, Coreea

Abstract

S-au investigat compoziția aminoacizilor, calitatea proteinelor și funcționalitatea proteică a soluției proteice extrase din trei specii de insecte comestibile. Am folosit 0,02% acid ascorbic și soluție salină 0,58 M pentru a extrage proteine ​​solubile în apă și solubile în sare din cele trei specii de insecte. Soluțiile de proteine ​​extrase de Tenebrio molitor (TM), Allomyrina dichotoma (AD) și Protaetia brevitarsis seulensis (PB) au fost împărțite în șase grupe, în funcție de specie și solubilitate: WTM, WAD, WPB (solubil în apă) și STM, SUA și SPB (solubil în sare). TM degresat a avut cel mai mare conținut de proteine, dar solubilitatea sa de proteine ​​a fost cea mai scăzută, atât pentru soluțiile de apă, cât și pentru cele saline. Compoziția aminoacizilor a fost diferită de speciile de insecte comestibile și de tipul tampon; SPB a avut cea mai înaltă calitate a proteinelor, urmată de WPB. PB a avut un pH mai mare decât alte specii. Valorile culorilor au diferit, de asemenea, între specii. SPB avea proteine ​​abundente cu greutate moleculară mare, comparativ cu alte tratamente; și, de asemenea, avea cea mai mare capacitate de spumare, stabilitate a spumei și capacitate de emulsifiere. În concluzie, PB este o sursă bună de proteine ​​funcționale în comparație cu alte specii studiate. În plus, extracția de proteine ​​utilizând soluție salină este promițătoare ca metodă utilă pentru îmbunătățirea funcționalității comestibile a proteinelor de insecte.

Introducere

Eliminarea fracției nedigerabile din insectele comestibile este o considerație majoră în utilizarea lor ca sursă de proteine ​​(Choi și colab., 2017; Mishyna și colab., 2019). Cercetătorii au abordat extragerea proteinelor prin aplicarea solubilității proteinelor folosind diverse procese, cum ar fi alcaline, hidroliza enzimatică sau metode de salinitate, chiar și în cazul în care s-au cheltuit costuri și timp greu pentru extragerea proteinelor din insectele comestibile (Nongonierma și FitzGerald, 2017). Până în prezent, studiile s-au concentrat pe determinarea solubilității proteinelor extrase și a proprietăților funcționale utilizând metode bazate pe controlul pH-ului sau temperaturii (Zhao și colab., 2016). Potrivit lui Choi și colab. (2011), proteina musculară este o componentă importantă a produselor din carne, deoarece controlează proprietățile de formare a gelului și cuprinde peste 50% din proteinele miofibrilare solubile în sare. Deși mulți cercetători au încercat să înlocuiască proteina din carne cu proteina comestibilă a insectelor, există puține informații despre proprietățile funcționale ale proteinelor solubile în sare obținute de la insectele comestibile. Prin urmare, trebuie efectuate proprietățile funcționale ale proteinelor extrase din insectele comestibile prin soluție salină.

Scopul acestui studiu a fost, prin urmare, de a evalua proprietățile funcționale ale proteinelor extrase din trei specii diferite de insecte comestibile, de a spori proprietățile lor fizico-chimice ca sursă de hrană în funcție de solubilitatea proteinelor.

Materiale și metode

Insecte comestibile și degresare

Trei specii diferite de insecte comestibile liofilizate au fost obținute de pe o piață comercială (Farm bang, Jeongeup, Coreea) în stadiul larvelor, după cum urmează: TM (umiditate: 4,83 ± 0,05; proteine: 58,44 ± 2,89; grăsimi: 25,33 ± 0,65; cenușă: 4,29 ± 0,22), AD (umiditate: 7,18 ± 0,21; proteină: 49,68 ± 0,54; grăsime: 24,54 ± 0,11; cenușă: 2,20 ± 0,30) și PB (umiditate: 4,00 ± 0,05; proteină: 51,08 ± 0,40; grăsime: 21,18 ± 0,18; cenușă: 5,24 ± 0,15). Pentru extracția proteinelor, 200 g de substanță insectă măcinată au fost dispersate în n-hexan (Daejung, Busan, Coreea) la 1: 5 (g/v). După agitare la 20 ° C timp de 1 oră, grăsimea dizolvată în hexan a fost îndepărtată; procedura a fost apoi repetată până la obținerea hexanului limpede. Reziduul de hexan din pulberea de insecte degresată (DIP) a fost apoi volatilizat la 20 ° C peste noapte într-o hotă de fum. DIP a fost stocat la -20 ° C înainte de extracție.

Extracția proteinelor

Extracția proteinelor din DIP a fost realizată folosind acid ascorbic 0,02% (g/v) pentru proteina solubilă în apă și soluție salină 0,58 M (NaCl 0,49 M, Na5P3O10 17,8 mM și NaN3 1 mM; pH 8,3, 2 ° C) pentru proteină solubilă în sare. DIP și fiecare dintre tampoane au fost omogenizate la 1: 2 (g/v) la 10.000 rpm și filtrate folosind tifon medical. Filtratul a fost centrifugat la 15.000 g timp de 30 de minute la 2 ° C și supernatantul rezultat a fost considerat a fi o soluție de proteină extrasă fără ajustarea pH-ului (Choi și colab., 2011; Yi și colab., 2016). Astfel, au fost obținute soluții de proteine ​​solubile în apă (W) și solubile în sare (S) pentru TM, AD și PB, pe care le-am denumit WTM, STM, WAD, SUA, WPB și SPB.

Compoziție apropiată

Proprietățile compoziționale ale insectelor comestibile degresate au fost determinate folosind metodele standard de referință ale AOAC (2000). Conținutul de umiditate (metoda AOAC 950.46B) a fost determinat prin pierderea în greutate după 12 ore de uscare la 105 ° C într-un cuptor de uscare (SW-90D; Sang Woo Scientific Co., Bucheon, Coreea). Conținutul de grăsime (metoda AOAC 960.69) a fost determinat prin extracția Soxhlet folosind un sistem de extracție cu solvent (Soxtec ® Avanti 2050 Auto System; Foss Tecator AB, Höganäs, Suedia). Conținutul de proteine ​​(metoda AOAC 981.10) a fost determinat prin metoda Kjeldahl (Kjeltec® 2300Analyzer Unit; Foss Tecator AB, Höganäs, Suedia). Cenușa a fost determinată conform metodei AOAC 920.153.

Solubilitatea proteinelor

Solubilitatea comestibilă a proteinelor de insectă a fost determinată prin metoda biuret. După extragerea proteinei cu tampoane (0,02% (greutate/volum) acid ascorbic și soluție salină 0,58 M), s-a determinat concentrația proteică a fiecărei soluții (Kim și colab., 2017).

Calitatea aminoacizilor și a proteinelor

După amestecarea a 0,5 ml soluție de proteină extrasă 1% cu 10 ml HCl 6 M într-o fiolă de 20 ml, probele sigilate au fost introduse într-un cuptor de uscare (SW-90D; Sang Woo Scientific Co., Bucheon, Coreea) la 105 ° C timp de 24 de ore pentru hidrolizare sub azot. După evaporarea la uscare la 40 ° C în condiții de vid, hidrolizații au fost dizolvați în 3-5 ml de HCI 0,02 M. Conținutul de aminoacizi a fost determinat folosind un analizor de aminoacizi (L-8800; Hitachi, Tokyo, Japonia) folosind o coloană de rășină schimbătoare de ioni (4,6 mm id × 60 mm) după filtrarea hidrolizatului folosind un filtru cu membrană de 0,20 μm (Merck KGaA, Darmstadt, Germania). Aminoacizii standard au fost obținuți de la Sigma-Aldrich Co. (St. Louis, MO, SUA).

Dodecil sulfat de sodiu - electroforeză pe gel de poliacrilamidă (SDS-PAGE)

Concentrația de proteine ​​a probelor a fost calculată utilizând reactivul Bradford (Sigma-Aldrich Chemical Co., St. Louis, MO, SUA). Electroforeza pe gel de dodecil sulfat de sodiu - poliacrilamidă (SDS-PAGE) a fost efectuată așa cum s-a descris anterior (Yi și colab., 2013). Pe scurt, probele de proteine ​​(20 μg) și tamponul de probă (Bio-Rad Laboratories Inc., CA, SUA) au fost amestecate împreună la un raport de 1: 1. Apoi, amestecurile s-au încălzit la 100 ° C timp de 5 minute și s-au separat folosind 10% SDS-PAGE. Apoi, gelul a fost colorat cu Coomassie Brilliant Blue R250 (B7920; Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, SUA), iar benzile de proteine ​​colorate au fost identificate prin greutate moleculară (kDa) folosind un marker proteic cu interval regulat (PM2510; SMOBIO Technology Inc., Hsinchu City, Taiwan) (Kim și colab., 2018).

Valoarea pH-ului fiecărei soluții de proteină dizolvată a fost măsurată folosind un pH-metru Model 340 (Mettler Toledo GmbH, Schwerzenbach, Elveția).

Culoare

Culoarea instrumentală a soluției proteice extrase din cele trei specii de insecte comestibile a fost determinată folosind un colorimetru (CR-410 Chroma Meter; Konika Minolta, Osaka, Japonia). Pentru calibrare s-a folosit o placă albă. Condițiile plăcii au fost următoarele: CIE L * (ușurință), 97,83; CIE a * (roșeață), –0,43; CIE b * (galben), 1,98; și orientarea observatorului, 2 °. După turnarea soluției de proteină extrasă 1% în colorimetrul CR-A40 la o înălțime de 2 cm, s-a detectat culoarea instrumentală (L *, a * și b *).

Capacitate și stabilitate a spumei

După concentrația de proteină a soluției ajustată la 1% (greutate/volum), 10 ml din fiecare probă au fost transferați într-un tub conic de 50 ml. Fiecare soluție a fost omogenizată la 12.000 rpm timp de 2 minute pentru a produce spumă. Capacitatea spumei a fost calculată ca diferență procentuală între volumele inițiale și volumele soluției spumante. După finalizarea omogenizării, volumul soluției de spumare a fost înregistrat la 2, 5, 10, 20, 30 și 60 min (Mishyna și colab., 2019).

Capacitatea de emulsionare și stabilitatea emulsiei

Pentru a determina capacitatea de emulsionare, s-au omogenizat 10 ml soluție de proteină 1% (greutate/volum) și 1 ml ulei de măsline pur la 18.000 rpm timp de 2 minute. După menținere timp de 10 minute la 20 ° C, s-a măsurat volumul stratului de ulei emulsionat. Diferența dintre volumul soluției înainte și după omogenizare a fost calculată ca procent. 50 μL de emulsie și 10 ml de 0,3% (greutate/volum) soluție SDS au fost amestecate pentru a determina stabilitatea emulsiei. După ce soluția a fost inversată de câteva ori, s-a aplicat un timp de menținere la 10, 20, 30, 60, 90 și 120 min. S-a folosit un spectrofotometru pentru a măsura absorbția fiecărei soluții la 500 nm, iar diferența înainte și după timpul de păstrare a fost calculată ca procent pentru a determina stabilitatea emulsiei (Pearce și Kinsella, 1978).

analize statistice

Toate valorile sunt medii ± SD a trei replici (n = 3).